БИОСИНТЕЗ ЛИПИДОВ У ДВУХ НЕФТЕДЕГРАДИРУЮЩИХ ГРИБОВ - CEPHALOSPORIUM HUMICOLA AND MUCOR CLOBOSUS

Изучено влияние источников углерода
- глюкозы и гексадекана на жирно-кислотный (ЖК) состав
и активность основных ферментов, реально или потен-
циально участвующих в биохимии олеофильности двух
углеводороддеградирующих грибов - Cephalosporium humicola
и Mucor globosus. Источники углерода оказали зна-
чительное влияние на ЖК-состав исследованных грибов.
Липиды, экстрагированные из клеток, культивированных
на гексадекане, содержали не только насыщенные ЖК,
обнаруженные в глюкозных вариантах, но также имели
линолевую и  - линоленовую кислоты. В обоих грибах на-
блюдалось резкое уменьшение содержания стеариновой
кислоты - от 16,0-29,0 % до 2,8-5,9 %, при замене глюкозы
на гексадекан. Активность синтеза ЖК была обнаружена
в клетках, растущих как на глюкозе, так и на гексадека-
не. Изоцитратлиаза отсутствовала в клетках, растущих на
глюкозе, но была обнаружена при росте на гексадекане.
Активность ATФ: цитрат лиазы была полностью подавле-
на на гексадекане. Карнитин ацетилтрансфераза была об-
наружена в клетках, выращенных на глюкозе. Активность
этого фермента возрастала десятикратно, в случае когда
источником углерода был гексадекан. Высокая активность
пируваткиназы на глюкозе уменьшалась на 80-90 % при
росте на углеводородном субстрате. Анализ результатов
по продукцию линолевой и  - линолевой кислот показы-
вает, что углеводородный субстрат повышает биосинтез
18:2 и 18:3 кислот, и следовательно, ферментов ƒ12-де-
сатуразы и ƒ 15 десатуразы, являющихся ответственны-
ми за преобразование 18:1 к 18:2 и 18:2 к 18:3 кислот. Не-
смотря на то, что специфическая активность отдельных
ферментов исследуемых грибов имела некоторые разли-
чия, динамика изменения активностей практически для
всех ферментов была одинакова.

грибы, источники углерода, ферментативная активность, жирные кислоты

1. A rcher D.B., Connerton I.E., MacKenzie D.A. Filamentous fungi for production of food additives and processing aids // Adv Biochem Eng Biotechnol., 2008. V. 111. P. 99-147.

2. A rmitt S., McCullough W., Roberts C. Analysis of acetate non-utilizing mutants in Aspergillus nidulans // J Gen Microbiol. 1976. V. 92. P. 263-282.

3. A takishiyeva Y.Y., I.M. Imanova. Lipogenesis of microscopic fungi widespread in oil-contaminated soils // Materials of the 1th congress of Azerbaijan society of zoologists. Baku, 2003. P. 507-512. 4. B otham P. A., Ratledge C. A biochemical explanation for lipid accumulation in Candida 107 and other oleaginous microorganisms // J Gen Microbiol., 1979. V. 114. P. 361-375.

4. Desai A., Pranav V. Petroleum and Hydrocarbon Microbiology // Department of Microbiology,

5. M.S.University of Baroda, Vadodara 390 002. ssue Date: 21-May-2008. URL:http://nsdl.niscair.res.in/ handle/123456789/645. (21.01.2012)

6. Evans C. T., Ratledge C. Possible regulatory roles of AT P: citrate lyase, malic enzyme and AMP deaminase in lipid accumulation by Rhodosporidium

7. toruloides CBS 14 // Can J Microbiol. 1985. V. 31. P.

8. -1005.

9. Jenke-Kodama H., Dittmann E. Evolution of metabolic diversity: insights from microbial polyketide synthases // Phytochemistry. 2009. V. 70. P. 1858- 1866.

10. Kamisaka Y., Yokochi T., Nakahara T., Suzuki O. Characterization of the diacylglycerol acyltransferase activity in the membrane fraction from a fungus// Lipids. 1993. V. 28. P. 583-587.

11. Kavadia A., Komaitis M., Chevalot I., Blanchard F., Marc I. and Aggelis G. Lipid and gamma-linolenic acid accumulation in strains of Zygomycetes growing on glucose // Journal of the American Oil Chemist's Society. 2001.V.78. P.341-346.

12. Kawamoto S., Ueda M., Nozaki, C., Yamamura M., Tanaka A., Fukui S. Localization of carnitine acetyltransferase in peroxisomes and in mitochondria of n-alkane grown Candida tropicalis // FEBS Lett. 1978. V. 96/ P. 37-40.

13. Matthews J.M., Holtum J.A., Liljegren D.R., Furness B., Powles S. B. Cross-resistance to herbicides in annual ryegrass (Lolium rigidum). 1. Properties of the herbicide target enzymes acetyl-CoA carboxylase and acetolactate synthase // Plant Physiol . 1990. V. 94, P. 1180-1186.

14. Miyoshi M. Die durchbohrung von membranen durch Pilzbaden. Jahrb. // Wiss. Bot. 1895. V. 28. P. 269-289.

15. Papanikolaou S., Chevalot I., Komaitis M., Aggelis G., Marc I. Kinetic profile of the cellular lipid composition in an oleaginous Yarrowia lipolytica capable of producing a cocoa-butter substitute from industrial fats // Antonie Van Leeuwenhoek. 2001. V. 80. P. 215-224.

16. Ratledge C. Fatty acid biosynthesis in microorganisms being used for Single Cell Oil production // Biochimie. 2004. V. 86. P. 807-15.

17. Taylor J.W., Turner E., Townsend J.P., Dettman J.R., Jacobson D. Eukaryotic microbes, species recognition and the geographic limits of species: examples from the kingdom Fungi // Philos Trans R Soc Lond B. Biol Sci. 2006. V. 361. P. 1947-1963.

18. Worthington Enzyme Manual. Enzymes and Related Biochemicals. Pyruvate kinase. 1979. Editor: Von Worthington. Bedford, MA. Millipore Corporation: P. 179-180.

19. Wynn J. P., Kendrick A., Ratledge C. Sesamol as an inhibitor of growth and lipid metabolism in Mucor circinelloides via its action on malic enzyme // Lipids. 1997. V. 32. P. 605-610.